Belajar Budidaya Ikan

Bibit Rotifera dapat diperoleh dari Panti Benih Brachionus sp. terlihat seperti pada gambar berikut ini:

Gambar 1. Rotifera, Brachionus sp.

Reproduksi Rotifera secara parthenogenesis dan bergantung pada suhu air. Rotifera bersifat filter feeder sehingga makanannya dapat berupa fitoplankton atau ragi roti. Kepadatan awal fitoplankton dalam media Rotifera minimum terbaik adalah 13–14 x 106 sel/ml. Kepadatan sel Chlorella sp. perlu dipertahankan setiap harinya, sehingga pemberian Chlorella sp. ke dalam bak budidaya Rotifera dilakukan setiap hari. Pada hari pertama budidaya mulai dilakukan, wadah/bak diisi dengan air bersama Chlorella sp., yang berasal dari hasil budidaya Chlorella sp. sebanyak 25% volume bak Rotifera. Lalu Rotifera diinokulasi dengan kepadatan 100 individu/ml media. Keesokan harinya 25% volume Chlorella sp. ditambahkan kembali. Demikian seterusnya sampai hari ke empat. Pada hari ke lima, Rotifera dapat dipanen.

Supaya fitoplankton selalu tersedia, maka pada hari pertama fitoplankton dipanen, yang biasanya dipanen sebanyak 50% volume, bak fitoplankton diisi air tawar kembali; sehingga volume kembali 100%. Air dalam bak Chlorella sp. dipupuk kembali dengan dosis yang sama seperti di awal budidaya dilakukan. Demikian selanjutnya untuk bak Chlorella sp. pada bak

berikutnya pada hari ke dua dan seterusnya. Dengan demikian Chlorella sp. dapat dipanen secara berurutan.

Pada waktu Chlorella sp. dipindahkan dari bak Chlorella sp. ke bak Rotifera dengan menggunakan selang, maka air berisi Chlorella sp. dialirkan melalui kantung plankton net 100 mm untuk mencegah masuknya kotoran dan predator ke bak Rotifera.

Gambar 2. Pemindahan Chlorella ke dalam bak kultur Rotifera

Pada saat populasi Rotifera mencapai puncaknya yaitu dalam hari ke lima sehabis inokulasi, Rotifera dapat dipanen & diberikan ke larva ikan.

SUMBER:

Mokoginta I., 2003.  Modul Budidaya Rotifera - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

REFERENSI:

Delbare, D. And Dhert, P. 1996. Cladoecerans, Nematodes and Trocophara Larvae, p. 283 ? 295. In Manual on The Production and Use of Live Food (P. Lavens and P. Sorgelos, eds). FAO Fisheries Technical Paper 361.

Sulasingkin, D. 2003. Pengaruh konsentrasi ragi yang tidak sinkron terhadap pertumbuhan populasi Daphnia sp. Skripsi. FPIK. IPB.

Rotifera merupakan zooplankton yg biasa dipakai buat pakan alami ikan, terutama buat larva ikan yang ukurannya sangat kecil, seperti pada larva ikan malas (ikan betutu).

Rotifera adalah pakan awal larva Ikan. Untuk keperluan budidaya Rotifera, kita perlu membudidayakan Chlorella sp terlebih dahulu. Apabila kepadatan Chlorella sp. Sudah mencapai kepadatan tertinggi maka inokulasi bibit Rotifera ke pada wadah Chlorella sp. Bisa dilakukan.

Pada budidaya Rotifera dengan menggunakan kuliner Chlorellasp. Maka kepadatan Chlorella sp. Pada media budidaya perlu dipertahankan, dalam kepadatan 13?14 x 106 sel per mililiter media setiap hari.

Caranya adalah sebagai berikut. Pada hari pertama, hanya 25% volume bak budidaya Rotifera diisi air dengan Chlorella sp. Pada hari kedua ditambahkan 25%, hari ketiga 25%, hari ke empat 25%. Pada hari ke lima Rotifera dapat dipanen seluruhnya. Budidaya Rotifera dapat dimulai dari awal kembali. Pengamatan kepadatan Rotifera perlu dilakukan setiap hari, untuk melihat apakah populasi Rotifera bertambah.

Pemanenan Rotifera dapat dilakukan seluruhnya pada hari ke 5. Atau pada hari ke 5 Rotifera dipanen sebagian, 50% volume media, kemudian bak budidaya diisi kembali dengan media Chlorella sp. hingga 100% volume. Rotifera dapat dipanen kembali setelah tiga hari bak diisi Rotifera kedua kali. Cara ini hanya berlaku 2–3 kali panen. Pada panen ketiga seluruhnya dipanen dan budidaya Rotifera dimulai kembali dari awal.

Sama seperti pada panen Chlorella sp., pada waktu panen dilakukan, ujung selang diberi plankton net (50 mm) yang harus terendam di dalam ember. Hal ini dilakukan agar tekanan air dari selang berkurang, sehingga Rotifera tidak rusak. Pemanenan dilakukan dengan cara menyiphon air budidaya, yaitu mengeluarkan air dari bak dengan memanfaatkan perbedaan tinggi air, antara air di dalam bak dan di dalam ember. Selama panen, air di ember harus diaerasi.

Gambar 1. Pemanenan Rotifera

SUMBER:

Mokoginta I., 2003.  Modul Budidaya Rotifera - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

REFERENSI:

Delbare, D. And Dhert, P. 1996. Cladoecerans, Nematodes and Trocophara Larvae, p. 283 ? 295. In Manual on The Production and Use of Live Food (P. Lavens and P. Sorgelos, eds). FAO Fisheries Technical Paper 361.

Sulasingkin, D. 2003. Pengaruh konsentrasi ragi yang berbeda terhadap pertumbuhan populasi Daphnia sp. Skripsi. FPIK. IPB.

Rotifera adalah zooplankton yang biasa digunakan untuk pakan alami ikan, terutama untuk larva ikan yang ukurannya sangat kecil, seperti pada larva ikan malas (ikan betutu). Rotifera merupakan pakan awal larva Ikan. Untuk keperluan budidaya Rotifera, kita perlu membudidayakan Chlorella sp terlebih dahulu. Apabila kepadatan Chlorella sp. telah mencapai kepadatan tertinggi maka inokulasi bibit Rotifera ke dalam wadah Chlorella sp. dapat dilakukan.

Gambar 1. Rotifera

Budidaya zooplankton, dalam hal ini Rotifera, merupakan pakan awal larva Ikan. Untuk keperluan budidaya Rotifera, kita perlu membudidayakan Chlorella sp terlebih dahulu. Apabila kepadatan Chlorella sp. telah mencapai kepadatan tertinggi maka inokulasi bibit Rotifera ke dalam wadah Chlorella sp. dapat dilakukan. Atau sebagian Chlorella sp. dipanen dan dipindahkan ke wadah budidaya Rotifera.

Cara lain yang dapat dilakukan adalah dengan memberi pakan berupa ragi roti pada Rotifera. Berdasarkan penelitian–penelitian yang sudah dilakukan, ternyata Rotifera yang diberi pakan ragi roti dapat menghasilkan populasi sepuluh kali dibandingkan dengan yang diberi fitoplankton. Kedua cara budidaya di atas dapat dilakukan, sebab Rotifera termasuk zooplankton yang bersifat filter feeder yaitu cara makannya dengan menyaring partikel makanan dari media tempat hidupnya.

Beberapa persyaratan lingkungan yang diperlukan Rotifera, antara lain suhu media tidak terlalu tinggi, yang baik sedikit di bawah suhu optimum. Suhu optimum untuk Rotifera Brachionus sp. adalah 25oC, walaupun dapat hidup pada suhu 15–31oC. Selanjutnya pH air di atas 6,6 di alam, namun pada kondisi budidaya biasanya 7,5; ammonia harus lebih kecil dari 1 ppm; oksigen terlarut >1,2 ppm.

Untuk cara budidaya dengan menggunakan Chlorella sp. sebagai pakan Rotifera, maka prosedur penyiapan wadah dan media sama seperti pada budidaya Chlorella sp. Wadah budidaya Rotifera dapat dilihat pada gambar di bawah ini. Pada saat kepadatan Chlorella sp. mencapai puncak maka dilakukan inokulasi Rotifera; dan sehari (sesaat) sebelumnya pemupukan ulang perlu dilakukan. Tujuannya adalah agar supaya Chlorella sp. segera mendapatkan mineral sebelum populasi fitoplankton kekurangan mineral.

Cara di atas menggunakan wadah budidaya Rotifera yang sama dengan wadah budidaya Chlorella sp. Cara ini mempunyai kelemahan, yaitu dengan adanya pemupukan ulang maka hal ini akan menyebabkan kualitas air kurang baik untuk Rotifera. Cara yang lebih baik adalah dengan membudidayakan Rotifera pada wadah terpisah, dan fitoplankton serta medianya dipanen dari wadah fitoplankton dan dimasukkan ke wadah budidaya Rotifera setiap hari.

Kegiatan pertama untuk budidaya Rotifera adalah menyiapkan wadah yang bersih dan sudah disanitasi. Adapun cara penyiapan wadah dan air untuk budidaya Rotifera ini sama dengan persiapan dan air padabudidaya Chlorella. Jika populasi fitoplankton sudah mencapai puncak maka sebagian fitoplankton bersama media dipindahkan ke wadah Rotifera. Wadah fitoplankton yang sudah berkurang volume airnya, biasanya ditambahkan 50% kembali air tawar, lalu dipupuk ulang.

Penambahan fitoplankton ke wadah Rotifera dilakukan setiap hari. Penambahan dilakukan sampai hari ke 4 dan biasanya pada hari ke 5 panen Rotifera dapat dilakukan. Pada pemindahan Chlorella sp. perlu digunakan saringan berupa kantong penyaring (plankton net) yang lubangnya 100 mm, untuk mencegah kemungkinan terbawanya copepoda, yang nantinya akan memakan Rotifera.

Pada budidaya Rotifera dengan menggunakan Chlorella sp. sebagai pakannya diperlukan wadah/bak budidaya Chlorella sp. dan wadah/bak budidaya Rotifera sebanyak 6 : 1 (dalam volume). Artinya untuk menyiapkan makanan Rotifera dalam satu wadah diperlukan 6 wadah fitoplankton. Hal ini dilakukan karena populasi Chlorella sp. harus disediakan setiap hari untuk makanan Rotifera. Populasi Chlorella sp. akan mencapai puncak 5-6 hari, dan Rotifera 2–3 hari. Artinya untuk satu siklus budidaya Rotifera diperlukan tiga kali panen Chlorella sp., supaya budidaya Rotifera berlanjut maka diperlukan wadah Chlorella sp. 2 x 3 wadah, yaitu 6 wadah (volume). Budidaya Rotifera dengan menggunakan Chlorella sp. sebagai pakannya umum dilakukan di Panti Benih ikan karena biayanya murah.

SUMBER:

Mokoginta I., 2003.  Modul Budidaya Rotifera - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

REFERENSI:

Delbare, D. And Dhert, P. 1996. Cladoecerans, Nematodes and Trocophara Larvae, p. 283 ? 295. In Manual on The Production and Use of Live Food (P. Lavens and P. Sorgelos, eds). FAO Fisheries Technical Paper 361.

Sulasingkin, D. 2003. Pengaruh konsentrasi ragi yang tidak sama terhadap pertumbuhan populasi Daphnia sp. Skripsi. FPIK. IPB.

Chlorella merupakan salah satu jenis fitoplankton yang banyak digunakan untuk berbagai keperluan, salah satunya digunakan sebagai makanan rotifera atau sebagai media budidaya larva ikan.

Budidaya Chlorella dapat dilakukan dalam skala laboratorium dan skala lapangan. Dalam budidaya Chlorella di skala laboratorium digunakan wadah berupa erlenmeyer. Hasil budidaya pada skala laboratorium pada umumnya digunakan sebagai stock untuk budidaya massal. Dalam kegiatan budidaya skala laboratorium wadah harus dibersihkan dan disanitasi. Umumnya pencucian dapat menggunakan deterjen dan dibilas sampai bersih kemudian dikeringkan. Setelah kering kemudian wadah disanitasikan dengan cara direbus pada suhu 110⁰C.

Air yang digunakan juga harus bersih. Air yang digunakan dapat berupa air sumur atau air mata air atau akuades. Untuk air mata air atau air sumur sebaik air difilter terlebih dahulu untuk menyaring partikel yang tersuspensi dalam air. Selajutnya air juga harus disanitasi dengan cara merebus air sampai mendidih, sehingga air yang digunakan bebas dari kontaminasi plankton lain. Selanjutnya erlenmeyer yang sudah diisi air sebanyak satu liter ditempatkan pada rak yang dilengkapi dengan selang aerasi dan lampu neon. Hal ini dilakukan supaya cahaya cukup untuk proses fotosintesis Chlorella, yang memerlukan intensitas cahaya antara 2500 – 5000 lux dan agar Chlorella tidak mengendap. Dalam budidaya di dalam laboratorium sebaiknya dilakukan pada suhu antara 21-25⁰C, dengan tujuan agar pertumbuhannya tidak terlalu cepat.

Setelah persiapan wadah selesai kemudian dilakukan pemupukan. Pemupukan ini dilakukan agar kebutuhan unsur hara dari Chlorella terpenuhi sehingga Chlorella dapat berkembang. Adapun pupuk yang dapat digunakan untuk skala laboratorium ini adalah pupuk Walne, seperti yang tertera pada Tabel 1. Gunakan 1 ml larutan A pada Tabel 1 tersebut untuk setiap liter media budidaya.

Tabel 1. Komposisi pupuk Walne buat phytoplankton

Untuk budidaya Chlorella skala massal dapat digunakan wadah berupa bak fiber atau bak beton yang berbentuk bulat atau persegi.

Volume wadah untuk budidaya Chlorella secara massal berkisar antara 500 l (minimal) dan 200 ton. Selanjutnya kedalaman air minimal dalam wadah budidaya adalah 40 cm. Hal ini dimaksudkan agar suhu dalam wadah tidak terlalu tinggi pada siang hari dan tidak terlalu dingin pada malam hari.

Untuk skala masal wadah biasanya ditempatkan pada luar ruangan dan mendpat cukup cahaya surya

Dalam budidaya Chlorella skala massal disamping volume dan kedalaman air, bentuk permukaan bak juga harus mendapatkan perhatian. Permukaan bak sebaiknya mampunyai bentuk yang licin agar supaya mudah dibersihkan dari kotoran atau lumut. Bak dibersihkan dengan cara menyikat dinding dan dasar bak sampai semua kotoran hilang.

Sama halnya seperti budidaya dalam laboratorium, air yg akan dipakai pada budidaya massal jua wajib disanitasi. Pada umumnya air tawar yg digunakan bisa bersumber berdasarkan air sumur. Air yang digunakan terlebih dahulu dibersikan menggunakan jalan penyaringan (pencucian air secara fisik). Penyaringan air tawar dapat dilakukan menggunakan filter pasir sebelum masuk ke dalam bak budidaya & pada ujung saluran/selang air yang akan dimasukkan ke bak, perlu diberi kantung penyaring dengan berukuran lubang 25 mm. Hal ini dilakukan untukmencegah masuknya zooplankton melalui air yang akan memakan fitoplankton. Setelah air disaring secara fisik air jua harus disanitasi buat mematikan fitoplankton lain dan telur-telur zooplankton yg lolos saringan.

Sanitasi dapat dilakukan menggunakan menggunakan chlorine dengan takaran 30 ppm (30 g/ton air). Pada umumnya bak budidaya diisi air sebesar 85-90% dari kapasitas. Sebagai contoh dalam bak berukuran 20 ton, hanya diisi air tawar sebanyak 18 ton. Air disanitasi dengan memakai chlorine 30 ppm selama 6 jam. Setelah chlorine dimasukkan, air diaerasi sampai chlorine tercampur rata diseluruh badan air dan sesudah itu aerasi dimatikan. Untuk menetralkan chlorine, air diberi Na?Thiosulfate 10 ppm dan diaerasi kuat.

Setelah air dibersihkan dan disanitasi kemudian air diaeresi kembali. Untuk bak berukuran besar sebaiknya setiap jarak 1 meter diberi satu titik aerasi. Setelah air diaerasi kemudian dilakukan pemupukan. Pemupukan dilakukan dengan tujuan agar unsur hara yang dibutuhan Chlorella dapat terpenuhi sehingga dapat menghasilkan Chlorella dengan kepadatan yang tinggi. Adapun pupuk yang digunakan untuk skala masal berbeda dengan pupuk yang digunakan dalam skala laboratorium. Hal ini dilakukan dengan pertimbangan faktor ekonomis.

Adapun pupuk yg dipakai dalam skala massal bisa ditinjau dalam Tabel 2.

Tabel 2. Berbagai kombinasi pupuk untuk media Chlorella

Sesuai bahan yang tersedia, jenis pupuk yang akan digunakan dapat dipilih diantara kombinasi pupuk di atas. Satu hari setelah pemupukan kemudian bibit Chlorella dapat ditebar. Jumlah bibit yang ditebar harus mencukupi. Sebagai contoh bibit dengan volume 1 liter tidak bisa digunakan untuk dijadikan bibit pada skala massal. Hal ini disebabkan pencapaian waktu yang dibutuhkan untuk mencapai popolasi puncak lama. Oleh karena itu perlu dilakukan upscaling ( budidaya pada volume wadah yang berurutan mulai dari yang terkecil sampai terbesar) yang akan dijelaskan kemudian.

Selama budidaya Chlorella dilakukan, aerasi perlu diberikan agar terjadi pencampuran air, sehingga semua sel Chlorella bisa mendapatkan pupuk yang diperlukan. Selain itu aerasi berguna untuk menghindari stratifikasi suhu air, dan memberikan kesempatan terjadinya pertukaran gas, dimana udara adalah sebagai sumber gas CO2 untuk keperluan fotosintesis Chlorella, sekaligus untuk mencegah naiknya pH air. Fitoplankton dapat mentolerir pH air 7–9 dan optimum pada pH 8,2 – 8,7.

SUMBER:

Jusadi D., 2003.  Modul Budidaya Rotifera - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

Coutteau, P. 1996. Micro?Algae, p. 7?48. In P. Lavens and P. Sorgeloos (eds) Manual on the production and used of live food for aquaculture. FAO Fisheries Technical Paper 361..

Penetasan kista Artemia adalah suatu proses inkubasi kista Artemia di media penetasan (air laut ataupun air laut buatan) sampai menetas. Proses penetasan terdiri dari beberapa tahapan yang membutuhkan waktu sekitar 18-24 jam.

A. Proses penyerapan air

b. Pemecahan dinding cyste sang embrio

c. Embrio terlihat jelas masih diselimuti membran

d. Menetas dimana nauplius berenang bebas

Beberapa hal yang harus diperhatikan dalam menetaskan cyste Artemia adalah:  Aerasi, Suhu, Kadar garam, Kepadatan cyste dan Cahaya

Agar diperoleh hasil penetasan yg baik maka oksigen terlarut di pada air harus lebih menurut lima ppm. Untuk mencapai nilai tadi bisa dilakukan dengan pengaerasian yang kuat. Disamping buat meningkatkan oksigen, pengaerasian jua berguna agar cyste yang sedang ditetaskan nir mengendap.

Suhu sangat mempengaruhi lamanya waktu penetasan dan suhu optimal untuk penetasan Artemia adalah 26-29⁰C. Pada suhu dibawah 25⁰C Artemia akan membutuhkan waktu yang lebih lama untuk menetas dan pada suhu diatas 33oC dapat menyebabkan kematian cyste. Kadargaram optimal untuk penetasan adalah antara 5 – 35 ppt, namun untuk keperluan praktis biasanya digunakan air laut (kadar garam antara 25–35 ppt). Nilai pH air harus dipertahankan pada nilai 8 agar diperoleh penetasan yang optimal. Adapun iluminasi pada saat penetasan sebaiknya 2000 lux.

Hal lain yang menentukan derajat penetasan cyste adalah kepadatan cyste yang akan ditetaskan. Pada penetasan skala kecil (volume < 20l) kepadatan cyste dapat mencapai 5 g per liter air. Akan tetapi pada skala yang lebih besar agar diperoleh daya tetas yang baik maka kepadatan harus diturunkan menjadi 2 g per liter air.

Artemia akan menetas setelah 18-24 jam. Artemia yang sudah menetas dapat diketahui secara sederhana yakni dengan melihat perubahan warna di media penetasan. Artemia yang belum menetas pada umumnya berwarna cokelat muda, akan tetapi setelah menetas warna media berubah menjadi oranye. Warna oranye belum menjamin Artemia sudah menetas sempurna, oleh karena itu untuk meyakinkan bahwa Artemia sudah menetas secara sempurna disamping melihat perubahan warna juga dengan mengambil contoh Artemia dengan menggunakan beaker glass. Jika seluruh nauplius Artemia sudah berenang bebas maka itu menunjukkan penetasan selesai. Akan tetapi jika masih banyak yang terbungkus membran, maka harus ditunggu 1-2 jam agar semua Artemia menetas secara sempurna.

Kista menetas menjadi Artemia stadia nauplius. Setelah menetas sempurna, secara visual dapat terlihat terjadinya perubahan warna dari coklat muda menjadi oranye. Hal yang penting yang perlu diperhatikan dalam pemanenan nauplius Artemia adalah jangan sampai tercampur antara Artemia dan cangkang. Hal ini perlu dihindari mengingat cangkang Artemia tersebut mengandung bahan organik yang dapat menjadi substrat perkembangbiakan bakteri.

Setelah 18 jam dimasukan dalam bak penetasan maka pengecekan apakah Artemia dalam wadah penetasan sudah menetas atau belum.

Pengecekan dilakukan dengan cara mematikan aerasi. Sesaat selesainya aerasi dimatikan, apabila secara kasat mata holistik nauplius sudah berenang bebas maka pemanenan dapat dilakukan & aerasi permanen dimatikan. Jika sebagian besar nauplius masih terbungkus membran dan belum berenang bebas maka aerasi dihidupkan pulang. Selanjutnya 1 atau dua jam lalu dilakukan pengecekan ulang.

Langkah awal pemanenan Artemia yaitu dengan mematikan aerasi serta menutup bagian atas wadah dengan bahan yang tidak tembus cahaya. Hal ini dilakukan dengan tujuan memisahkan antara nauplius dan cangkang Artemia. Cangkang Artemia akan mengambang dan berkumpul di permukaan air. Nauplius Artemia akan berenang menuju ke arah cahaya. Karena bagian bawah wadah tranparan dan ditembus cahaya maka nauplius Artemia akan berkumpul di dasar wadah penetasan. Oleh karena itu pada saat pemanenan nauplius, sebaiknya bagian dasar wadah disinari lampu dari arah samping.

Selain nauplius, di dasar wadah juga akan terkumpul kista yang tidak menetas. Aerasi tetap dimatikan selama 10 menit. Setelah semua cangkang berkumpul di atas permukaan air dan terpisah dengan nauplius yang berada di dasar wadah maka pemanenan dapat dilakukan dengan cara membuka kran pada dasar wadah (jika ada) atau dengan cara menyipon dasar. Sebelum kran dibuka atau disipon, ujung kran atau selang kecil dibungkus saringan yang berukuran 125 mikron dan dibawah saringan disimpan wadah agar nauplius Artemia tetap berada dalam media air. Setelah semua nauplius terpanen, kran ditutup atau penyiponan dihentikan. Pada saat pemanenan hindarilah terbawanya cangkang. Artemia yang tersaring kemudian dibilas dengan air laut bersih dan siap diberikan ke larva ikan atau udang. Selanjutnya air dan cangkang yang tersisa di wadah penetasan dibuang dan dibersihkan.

SUMBER:

Jusadi D., 2003.  Modul Penetasan Artemia - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

Lavens, P. And P. Sorgeloos. 1996. Manual on the production and used of live food for aquaculture. FAO Fisheries Technical Paper 361.

Daphnia sp. Adalah jenis zooplankton yg hayati di air tawar, mendiami kolam-kolam atau danau-danau. Daphnia sp. Bisa hayati di wilayah tropis & subtropis. Kehidupan Daphnia sp. Dipengaruhi sang beberapa faktor ekologi perairan diantaranya: suhu, oksigen terlarut & pH. Daphnia sp. Bisa menyesuaikan diri dengan baik pada perubahan lingkungan hidupnya dan termasuk pada ketegori hewan eutitropik & tahan terhadap fluktuasi suhu harian atau tahunan. Kisaran suhu yg bisa ditolerir bervariasi sesuai adaptasinya dalam lingkungan tertentu.

Gambar 1. Daphnia

Daphnia sp. Dapat hidup pada air yang kandungan oksigen terlarutnya sangat bervariasi yaitu dari hampir nol hingga lewat jenuh. Ketahanan Daphnia sp. Dalam perairan yang miskin oksigen mungkin disebabkan sang kemampuannya dalam mensintesis haemoglobin. Dalam kenyataannya, laju pembentukan haemoglobin herbi kandungan oksigen lingkungannya. Naiknya kandungan haemoglobin dalam darah Daphnia sp. Dapat jua diakibatkan oleh naiknya temperatur, atau tingginya kepadatan populasi. Untuk bisa hayati dengan baik Daphnia sp. Memerlukan oksigen terlarut yang relatif akbar yaitu pada atas tiga,5 ppm.

Daphnia sp. Hidup dalam kisaran pH relatif besar , namun nilai Ph yang optimal buat kehidupannya sukar dipengaruhi. Lingkungan perairan yang netral & relatif basah yaitu pada pH 7,1 ? 8,0 baik buat pertumbuhannya. Pada kandungan amoniak antara 0,35 ? 0,61 ppm, Daphnia sp. Masih dapat hayati dan berkembangbiak dengan baik.

Di alam genus Daphnia mencapai lebih menurut 20 spesies & hayati dalam berbagai jenis perairan tawar, terutama di wilayah sub tropis. Daphnia sp. Sebagai fauna air, jua dikenal menjadi kutu air (= water fleas). Daphnia sp. Dapat diklasifikasikan dalam:

Philum            : Arthropoda

Kelas               : Crustacea

Sub Klas         : Branchiopoda

Divisi               : Oligobranchiopoda

Ordo               : Cladocera

Famili              : Daphnidae

Genus             : Daphnia

Spesies           : Daphnia sp.

Bentuk tubuh Daphnia sp. Oval & segmen badan tidak terlihat. Pada bagian ventral kepala terdapat paruh. Kepala mempunyai 5 pasang apendik, yg pertama dianggap antenna pertama, ke 2 diklaim antenna kedua yg memiliki fungsi utama sebagai alat gerak. Tiga pasang yang terakhir merupakan bagian-bagian menurut mulut.

Tubuh ditutupi oleh cangkang menurut kutikula yang mengandung khitin yg transparan, di bagian dorsal bersatu, namun dibagian ventral terbuka & terdapat lima pasang kaki.

Ruang antara cangkang dan tubuh bagian dorsal merupakan tempat pengeraman telur. Pada ujung post abdomen terdapat dua kuku yang berduri kecil-kecil. Pada habitat aslinya, Daphnia sp. berkembangbiak secara parthenogenesis. Perbandingan jenis kelamin atau “sex ratio” pada Daphnidae menunjukkan keragaman dan tergantung pada kondisi lingkungannya. Pada lingkungan yang baik, hanya terbentuk individu betina tanpa individu jantan. Pada kondisi ini, telur dierami di dalam kantong pengeraman hingga menetas dan anak Daphnia sp. dikeluarkan pada waktu pergantian kulit. Didalam kondisi yang mulai memburuk, disamping individu betina dihasilkan individu jantan yang dapat mendominasi populasi dengan perbandingan 1 : 27. Dengan munculnya individu jantan, populasi yang bereproduksi secara seksual akan membentuk efipia atau “resting egg” disebut juga siste yang akan menetas jika kondisi perairan baik kembali. Terbentuknya telur-telur yang menghasilkan individu jantan dirangsang oleh : (a) Melimpahnya individu betina yang mengakibatkan akumulasi hasil ekspresi; (b) Berkurangnya makanan yang tersedia; (c) Menurunnya suhu air dari 25-30 menjadi 14-17⁰C.

Kondisi-syarat tersebut bisa mengubah metabolisme Daphnia sp. Sebagai akibatnya bisa menghipnotis prosedur kromosomnya. Di daerah tropis, Daphnia sp. Yg didatangkan menurut wilayah subtropis tak jarang jua membentuk efipia dalam trend kemarau.

Daphnia sp. Dewasa ukuran 2,5 mm anak pertama sebesar 0,8 mm dihasilkan secara parthenogenesis. Daphnia sp. Mulai membentuk anak pertama kali dalam umur 4-6 hari. Pada lingkungan yang bersuhu antara 22 ? 310C pH antara 6,6 ? 7,4 Daphnia sp. Sudah sebagai dewasa dalam saat empat hari menggunakan umur yang dapat dicapai hanya 12 hari.

Setiap satu atau 2 hari sekali, Daphnia sp. Akan beranak 29 ekor. Jadi selama hidupnya hanya bisa beranak tujuh kali dengan jumlah yang didapatkan 200 ekor.

Selama hidupnya Daphnia sp. Mengalami empat periode yaitu telur, anak, remaja & dewasa. Pertambahan ukuran terjadi sesaat selesainya telur menetas didalam ruang pengeraman. Setelah 2 kali instar pertama, anak Daphnia sp. Yg bentuknya seperti Daphnia sp. Dewasa dilepas berdasarkan ruang pengeraman. Jumlah instar dalam stadium anak ini hanya 2 hingga lima kali, tetapi tingkat pertumbuhan tertinggi terjadi dalam stadium ini.

Periode remaja merupakan instar tunggal antara instar anak terakhir & instar dewasa pertama. Pada periode ini sekelompok telur pertama mencapai perkembangan penuh di pada ovarium. Segera sehabis Daphnia sp. Ganti kulit pada akhir instar remaja memasuki instar dewasa pertama, sekelompok telur pertama dilepaskan ke ruang pengeraman.

Selama instar dewasa pertama, grup telur ke 2 berkembang di ovarium dan seterusnya. Tetapi adakalanya masih ada periode steril dalam Daphnia sp. Tua.

Pertambahan panjang dan bobot Daphnia sp. Selama pertumbuhan relatif pesat, terutama sesudah ganti kulit. Selama instar anak terjad pertumbuhan hampir dua kali lipat dibandingkan sebelum ganti kulit. Sedangkan pertambahan volume terjadi dalam beberapa dtk atau mnt sebelum eksoskeleton baru mengeras & kehilangan elastisitasnya.

Pada akhir setiap instar Daphnia sp. Dewasa masih ada peristiwa berurutan yang berlangsung cepat, umumnya terjadi pada beberapa mnt sampai beberapa jam, yaitu: (1) Lepasnya atau keluarnya anak menurut ruang pengeraman; (2) Ganti kulit (molting); (tiga) Pertambahan ukuran; dan (4) Lepasnya sekelompok telur baru ke ruang pengeraman.

SUMBER:

Mokoginta I., 2003.  Modul Budidaya Daphnia - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

REFERENSI:

Delbare, D. And Dhert, P. 1996. Cladoecerans, Nematodes and Trocophara Larvae, p. 283 ? 295. In Manual on The Production and Use of Live Food (P. Lavens and P. Sorgelos, eds). FAO Fisheries Technical Paper 361.

Sulasingkin, D. 2003. Pengaruh konsentrasi ragi yang tidak sinkron terhadap pertumbuhan populasi Daphnia sp. Skripsi. FPIK. IPB.

PENGINOKULASIAN

Pada prinsipnya cara penginokulasian jenis–jenis fitoplankton adalah sama. Fitoplankton yang umum dibudidaya di panti benih ikan air tawar adalah Chlorella. Fitoplankton ini diperlukan sebagai pakan zooplankton, seperti rotifera misalnya.

Di dalam media pemeliharaan larva ikan, Chlorella biasa ditambahkan untuk mempertahankan kualitas air, mengontrol kelimpahan mikroba, serta mempertahankan nilai nutrisi dari zooplankton yang ada di dalamnya.

Chlorella adalah fitoplankton yang bersel tunggal dengan ukuran sel 5 mm. Chlrorella adalah fitoplankton yang berwarna hijau sebab mengandung khlorofil. Identifikasi Chlorella dapat dilakukan dengan menggunakan mikroskop.

Gambar 1. Chlorella sp.

Bibit fitoplankton dapat diperoleh menurut Lembaga Penelitian milik pemerintah. Volume inokulan (bibit fitoplankton) umumnya sebesar 2- 10% dari volume bak yg akan dipakai. Dalam saat lima?7 hari akan dicapai zenit populasi menggunakan kepadatan 107 sel/mililiter media. Secara fisik akan terlihat bahwa air akan berwarna hijau apabila budidayanya berhasil. Air media yg berwarna coklat menerangkan adanya fitoplankton yg mati atau terjadi kontaminasi dengan fitoplankton lain yg berwarna coklat.

Bibit yang didapat pada umumnya hanya sedikit, oleh karena itu tidak dapat langsung dibudidayakan dalam skala masal. Bibit yang didapat dari Panti Benih atau Lembaga Pemerintah sebaiknya disimpan di dalam ruangan tertutup dan dikultur dengan menggunakan larutan Walne. Setiap 10-14 hari sekali dilakukan pemindahan ke media yang baru. Selanjutnya untuk membudidayakan cholrella secara massal di lakukan upscalling yaitu peningkatan skala secara bertahap.

PEMANENAN

Chlorella umumnya langsung digunakan dengan media budidayanya setelah populasi Chlorella mencapai puncaknya. Hasil panen tersebut dapat langsung digunakan sebagai makanan rotifera atau ditambahkan ke dalam media budidaya larva ikan.

Chlorella beserta media budidayanya dapat dipindahkan ke bak pemeliharaan larva atau rotifera dengan cara mengalirkan media melalui selang dengan cara perbedaan tinggi. Cara ini adalah yang paling sederhana. Untuk mengurangi kotoran yang dapat terbawa bersama fitoplankton maka pada ujung selang dapat digunakan plankton net dengan lubang mata jaring 50–70 mm.

Pemanenan dapat dilakukan sekaligus untuk seluruh volume atau hanya 50% volume. Lima puluh persen volume yang tertinggal berguna sebagai inokulan Chlorella Bak diisi air kembali dan dipupuk dengan dosis dan macam pupuk yang sama pada awal budidaya. Chlorella dapat dipanen kembali setelah 5-7 hari. Pada budidaya Chlorella yang berkesinambungan ini biasanya hanya dapat berlangsung 3 kali panen.

Setelah 3 kali panen, biasanya budidaya Chlorella sudah terkontaminasi dengan phytoplankton atau mikroorganisme lain, sehingga harus dimulai lagi dari awal, artinya harus dimulai dari kegiatan belajar 1 kembali.

Cara lain pemanenan adalah dengan menggunakan pompa air. Media beserta Chlorella dapat dipindahkan ke bak lain dengan menggunakan pompa air.

Pemanenan Chlorella: Setelah mencapai puncak populasi, Chlorella dipanen dengan memindahkan alga berikut airnya dengan menggunakan selang. Untuk mengalirkan Chlorella, bak kultur rotifera ditempatkan lebih rendah dari bak Chlorella atau digunakan pompa listrik.

SUMBER:

Jusadi D., 2003.  Modul Budidaya Rotifera - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

Coutteau, P. 1996. Micro?Algae, p. 7?48. In P. Lavens and P. Sorgeloos (eds) Manual on the production and used of live food for aquaculture. FAO Fisheries Technical Paper 361..

Daphnia merupakan salah satu pakan alami yang penting dalam kegiatan pembenihan ikan konsumsi dan ikan hias air tawar. Dalam Modul Budidaya Daphnia akan dipelajari tentang identifikasi Daphnia, bagaimana menyiapkan wadah dan media untuk budidaya Daphnia, bagaimana cara memelihara Daphnia, seperti identifikasi dan inokulasi, pemupukan dan pemberian pakan serta pemanenan.

Gambar 1. Daphnia

Wadah dan volume yang dapat digunakan untuk membudidayakan Daphnia ada beberapa macam antara lain adalah: bak semen, bak fiber, kolam atau akuarium. Pemilihan wadah budidaya ini sangat bergantung kepada skala produksi budidaya Daphnia. Wadah budidaya Daphnia ini sebaiknya ditempatkan di ruang terbuka.

Daphnia adalah jenis zooplankton yang hidup di air tawar yang mendiami kolam-kolam, sawah dan perairan umum (danau) yang banyak mengandung bahan organik. Sebagai organisme air, Daphnia dapat hidup di perairan yang berkualitas baik. Beberapa faktor ekologi perairan yang berpengaruh terhadap perkembangbiakan Daphnia antara lain adalah kesadahan, suhu, oksigen terlarut dan pH.

Cara membudidayakan Daphnia dapat dilakukan dengan melakukan pemupukan pada wadah budidaya. Hal ini bertujuan untuk menumbuhkan phytoplankton di dalam wadah budidaya yang digunakan oleh Daphnia sebagai makanannya agar tumbuh dan berkembangbiak.

Pada budidaya Daphnia di kolam pupuk yang digunakan berupa kotoran ayam (kering) dengan dosis 1 kg/m2. Selain kotoran ayam, pemupukan dapat dilakukan dengan menggunakan kotoran burung puyuh. Dalam membudidayakan Daphnia sebaiknya wadah budidayanya diletakkan di ruang terbuka yang mendapat sinar matahari yang cukup dan sangat dibutuhkan untuk proses fotosintesa phytoplankton.

Kedalaman air pada wadah budidaya Daphnia sebaiknya lebih dari 60 cm, agar Daphnia bisa terhindar dari intensitas cahaya matahari yang tinggi pada siang hari. Biasanya pada siang hari Daphnia akan berenang ke dasar wadah untuk menghindari intensitas cahaya dan suhu yang tinggi.

sebaliknya tingginya intensitas cahaya matahari akan merangsang phytoplankton untuk tumbuh cepat. Untuk menghindari meluapnya air pada saat hujan, sebaiknya wadah budidaya Daphnia diberi naungan dengan atap yang terbuat dari plastik/fiber yang transparan.

Daphnia merupakan salah satu hewan yang sangat sensitive terhadap kontaminasi bahan kimia. Sebagai contoh apabila wadah budidayanya baru dibuat maka wadah tersebut harus direndam/dibilas dengan air sampai wadah tersebut tidak berbau. Untuk budidaya Daphnia, air yang digunakan sebaiknya memiliki kesadahan 250 mg/liter CO3 dan pH air dipertahankan sekitar 7 – 8 dengan cara dilakukan pengapuran di dalam wadah budidaya dengan kapur pertanian. Selain itu sebaiknya di dalam wadah budidaya Daphnia juga diberi aerator yang berfungsi untuk menghasilkan oksigen di dalam wadah budidaya agar nilai oksigen terlarut di wadah tersebut diatas 3,5 ppm dan kadar ammonia kurang dari 0,2 mg/liter.

Gambar dua. Wadah budidaya Daphnia

Dari beberapa parameter kualitas air yang telah diuraikan sebelumnya dapat diketahui bahwa Daphnia memerlukan kualitas air yang prima untuk media hidupnya. Sama halnya dengan ikan, oksigen sangat diperlukan oleh Daphnia untuk mendukung kehidupannya, sedangkan amonia bersifat racun yang dapat mengakibatkan kematian.

Untuk mempertahankan kondisi air selama masa budidaya agar tetap prima, maka air harus diaerasi secara kontinyu serta dilakukan pergantian air. Pergantian air pada media budidaya Daphnia dapat dilakukan dengan cara penyiponan, yaitu air didalam wadah budidaya dibuang dengan cara menggunakan selang. Pergantian air ini sangat bergantung kepada kebutuhan Daphnia di dalam media budidaya.

SUMBER:

Mokoginta I., 2003.  Modul Budidaya Daphnia - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

REFERENSI:

Delbare, D. And Dhert, P. 1996. Cladoecerans, Nematodes and Trocophara Larvae, p. 283 ? 295. In Manual on The Production and Use of Live Food (P. Lavens and P. Sorgelos, eds). FAO Fisheries Technical Paper 361.

Sulasingkin, D. 2003. Pengaruh konsentrasi ragi yang tidak sinkron terhadap pertumbuhan populasi Daphnia sp. Skripsi. FPIK. IPB

Inokulasi Daphnia dapat dilakukan dengan memakai siste maupun induk Daphnia (Daphnia dewasa). Padat tebar Daphnia awal pada umumnya antara 20–100 individu perliter media. Inokulan bisa diperoleh dari hasil budidaya di petani, Balai Benih Air Tawar, Balai Budidaya ataupun Lembaga Penelitian serta di perairan. Keberadaan Daphnia di perairan dapat dilihat dengan mata telanjang. Oleh karena itu untuk menghitung kepadatan Daphnia pada saat inokulasi maupun masa budidaya, dapat dilakukan tanpa menggunakan alat pembesar atau mikroskop. Daphnia diambil dari dalam wadah, yang telah diaerasi agak besar sehingga Daphnia merata berada di seluruh kolom air, dengan memakai gelas piala volume 100 ml. Daphnia dan air di dalam gelas piala selanjutnya dituangkan secara perlahan-lahan sambil dihitung jumlah Daphnia yang keluar bersama air.

Apabila jumlah Daphnia yang ada sangat banyak, maka dari gelas piala 100 ml dapat diencerkan, caranya adalah dengan menuangkan ke dalam gelas piala 1000 ml dan ditambah air hingga volumenya 1000 ml.

Dari gelas 1000 ml, lalu diambil sebanyak 100 ml. Daphnia yang ada dihitung seperti cara diatas, lalu kepadatan di dalam wadah budidaya dapat diketahui dengan cara mengalikan 10 kali jumlah di dalam gelas 100 ml. Sebagai contoh, apabila di dalam gelas piala 100 ml terdapat 200 ekor Daphnia, maka kepadatan Daphnia di wadah budidaya adalah 10 X 200 ekor = 2000 individu per 100 ml.

Daphnia yang dibudidayakan bisa juga berasal dari perairan umum atau kolam, dan biasanya terbawa dalam aliran air dalam bentuk siste atau induk dewasa. Oleh karena itu dalam proses budidaya Daphnia dilakukan pemupukan di dalam wadah budidaya yang bertujuan untuk menumbuhkan phytoplankton. Kepadatan phytoplankton yang dibutuhkan untuk budidaya Daphnia adalah 105 - 106 sel/ml media budidaya. Pemupukan wadah budidaya ini dilakukan dengan cara mencampur 2,4 gram kotoran ayam dalam 1 liter air media budidaya.

Daphnia memakan berbagai macam bakteri, ragi, alga berseltunggal, dan detritus. Bakteri dan fungi menduduki urutan teratas dari nilai nutrisi baginya. Sedangkan makanan utama bagi Daphnia adalah alga dan protozoa. Daphnia mengambil makanannya dengan cara menyaring makanan atau “filter feeding”. Gerakan yang kompleks dari kaki-kaki toraks menghasilkan arus air yang konstan. Gerakan kaki-kaki tersebut berperan penting dalam proses pengambilan makanan.

Pasangan kaki ketiga dan ke empat dipakai untuk menyaring makanan, sedang kaki pertama dan kedua digunakan untuk menimbulkan arus air sehingga partikel-partikel tersuspensi bergerak ke arah mulut. Partikelpartikel makanan yang tertahan kemudian tersaring oleh setae, selanjutnya digerakan ke bagian mulut dan ditelan oleh Daphnia.

Daphnia muda berukuran panjang kurang dari 1 mm menyaring partikel berukuran kecil sampai dengan 20 – 30 mikron, sedangkan yang dewasa dengan ukuran panjang 2 – 3 mm dapat menangkap partikel sebesar 60 – 140 mikron.

Dalam kondisi makanan yang normal, penyaringan dan pemasukan makanan ke saluran pencernaan terjadi terus tanpa irama yang pasti. Penyaringan dan pemakanan partikel tersuspensi merupakan peristiwa mekanik tanpa seleksi aktif untuk makanan yang paling baik. Dengan kondisi pemeliharaan yang baik populasi Daphnia dapat mencapai 800-1000 ind/l.

Oleh karena itu dalam memelihara Daphnia agar tumbuh dan berkembang harus dilakukan pemupukan susulan yang bertujuan untuk menumbuhkan phytoplankton, bakteri dan organisme bersel satu lainnya.

Tetapi harus juga diingat dalam pemupukan susulan jumlah pupuk yang diberikan jangan berlebihan karena hal tersebut dapat mengakibatkan terjadinya blooming phytoplankton. Hal tersebut dapat mengakibatkan kadar amonia yang tinggi dan oksigen terlarut yang sangat rendah dalam wadah budidaya yang dapat mengakibatkan kematian Daphnia.

Pemanenan Daphnia sp. dapat dilakukan pada hari ke 7-8. Umumnya puncak populasi Daphnia sp (400 – 1.000 ind/l) dapat dicapai pada hari ke 8-10 setelah dilakukan inokulasi bibit Daphnia sp.

Pemanenan dapat dilakukan dengan dua cara. Cara pertama adalah dengan memanen seluruh Daphnia sp. yang ada dalam wadah/bak. Cara ini praktis, tetapi untuk mendapatkan hasil Daphnia sp. secara terus menerus sering gagal, dan setiap kali Daphnia sp. dipanen, budidaya Daphnia sp. harus diulang kembali dari awal. Cara ke dua adalah dengan memanen sebagian Daphnia sp. Pemanenan dapat dilakukan sebanyak 50% volume wadah/bak, dan maksimum 70%. Sisa volume 30-50% dipindahkan ke wadah/bak yang sudah disanitasi dan diisi air 50 –70% yang telah dipupuk selama 12 hari sebelumnya. Daphnia sp yang terdapat pada volume media 30-50% berperan sebagai bibit/inokulan Daphnia sp pada budidaya selanjutnya.

Pada hari ke 4-5 pemanenan ke dua sudah dapat dilakukan. Untuk mendapatkan panen ke tiga maka kegiatan pemanenan pertama diulang kembali seperti urutan di atas. Cara ini sangat baik untuk mendapatkan hasil panen Daphnia secara berkesinambungan. Daphnia dewasa berukuran besar 1,0 – 1,2 mm, sedangkan yang muda berukuran sedang 0,5 – 1,0 mm. Untuk keperluan larva ikan, umumnya digunakan Daphnia sp berukuran di atas 0,5 mm, oleh sebab itu untuk keperluan pemanenan digunakan saringan dengan lubang mata jaring 0,5 mm.

Pemanenan umumnya dilakukan menggunakan mengalirkan air melalui selang yg dalam ujung yang satu diberi saringan. Ujung selang yang diberi saringan usahakan terendam dalam bak mini atau ember dan airnya permanen diaerasi.

Hasil panen Daphnia sp ini dapat langsung diberikan ke larva ikan atau dapat dimasukkan ke kantong plastik obat dan disimpan di freezer. Daphnia sp yang beku ini dapat digunakan kembali untuk larva ikan.

SUMBER:

Mokoginta I., 2003.  Modul Budidaya Daphnia - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

REFERENSI:

Delbare, D. And Dhert, P. 1996. Cladoecerans, Nematodes and Trocophara Larvae, p. 283 ? 295. In Manual on The Production and Use of Live Food (P. Lavens and P. Sorgelos, eds). FAO Fisheries Technical Paper 361.

Sulasingkin, D. 2003. Pengaruh konsentrasi ragi yang berbeda terhadap pertumbuhan populasi Daphnia sp. Skripsi. FPIK. IPB.

Artemia merupakan pakan alami yang sangat penting dalam pembenihan ikan laut, krustacea, ikan konsumsi air tawar dan ikan hias air tawar karena ukurannya yang sangat kecil. Disamping ukurannya yang kecil, nilai gizi Artemia juga sangat tinggi dan sesuai dengan kebutuhan gizi untuk larva ikan dan krustacea yang tumbuh dengan sangat cepat.

Gambar 1. Artemia

Sampai saat ini Artemia sebagai pakan alami belum dapat digantikan oleh pakan lainnya. Artemia biasanya diperjual belikan dalam bentuk kista/cyste, sehingga sebagai pakan alami Artemia merupakan pakan yang paling mudah dan praktis, karena hanya tinggal menetaskan kista saja. Akan tetapi, menetaskan kista Artemia bukan suatu hal yang dengan begitu saja dapat dilakukan oleh setiap orang. Sebab membutuhkan suatu keterampilan dan pengetahuan tentang penetasan itu sendiri. Kegagalan dalam menetaskan kista Artemia barakibat fatal terhadap larva ikan yang sedang dipelihara.

Penetasan Artemia dapat dilakukan, baik pada skala kecil maupun skala besar. Penetasan Artemia dapat pula dikerjakan di daratan maupun di daerah pantai.

Wadah penetasan Artemia dapat dilakukan dengan wadah kaca, poly etilen (ember plastik) atau fiber glass. Ukuran wadah dapat disesuaikan dengan kebutuhan, mulai dari volume 1 l sampai dengan volume 1 ton bahkan 40 ton. Hal yang penting untuk diperhatikan dalam penetasan Artemia adalah bentuk dari wadah. Bentuk wadah penetasan Artemia sebaiknya bulat. Hal ini dikarenakan jika diaerasi tidak ditemukan titik mati, yaitu suatu titik dimana Artemia akan mengendap dan tidak teraduk secara merata. Artemia yang tidak teraduk pada umumnya kurang baik derajat penetasannya, atau walaupun menetas membutuhkan waktu yang lebih lama.

Sebelum diisi media penetasan, wadah Artemia dicuci terlebih dahulu dengan menggunakan sikat sampai bersih. Agar sisa lemak atau lendir dapat dihilangkan, pada waktu mencuci gunakanlah deterjen. Media untuk penetasan Artemia dapat menggunakan air laut yang telah difilter. Hal ini ditujukan agar cyste dari jamur atau parasit tersaring.

Penyaringan dapat dilakukan dengan menggunakan filter pasir atau filter yang dijual secara komersial seperti catridge filter misalnya.

Disamping dengan air laut, media penetasan Artemia juga dapat dilakukan dengan menggunakan air laut buatan. Air laut ini dibuat dengan jalan menambahkan garam yang tidak beriodium ke air tawar. Garam yang digunakan harus bebas dari kotoran. Jumlah garam yang dibutuhkan berkisar antara 25-30 g per liter air tawar, sehingga memiliki kadar garam 25-30 ppt. Setelah garam dimasukkan maka media harus diaerasi secara kuat agar garam tercampur merata.

SUMBER:

Jusadi D., 2003.  Modul Penetasan Artemia - Budidaya Pakan Alami Air Tawar. Direktorat Pendidikan Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Pendidikan Dasar dan Menengah, Jakarta.

Lavens, P. And P. Sorgeloos. 1996. Manual on the production and used of live food for aquaculture. FAO Fisheries Technical Paper 361.